close

Вход

Забыли?

вход по аккаунту

Омельянович Анна Александровна. Разработка подходов к созданию энергосберегающего фотобиореактора для выращивания микроводоросли Spirulina (Arthrospira) platensis

код для вставки
2
3
4
АННОТАЦИЯ
Выпускная квалификационная работа на тему «Разработка подходов к
созданию
энергосберегающего
фотобиореактора
для
выращивания
микроводоросли Spirulina (Arthrospira) platensis».
Год защиты: 2018.
Направление подготовки: 19.03.01 Биотехнология.
Направленность (профиль): Промышленная биотехнология.
Студент группы: 41-ПБ Омельянович А.А.
Руководитель: к.т.н., доцент Фроленков К.Ю.
Выпускная
квалификационная
работа
состоит
из
введения,
аналитического обзора литературы, раздела объектов и методов исследования,
экспериментальной части, выводов и рекомендаций, списка использованных
источников и приложений.
Общий
объем
работы
составляет
63
страниц.
Работа
содержит
23 рисунка, 13 таблиц и 1 приложение. Список использованных источников
включает 26 наименований.
Работка прошла проверку в системе « Антиплагиат.ВУЗ ».
Справка прилагается (приложение 1).
5
СОДЕРЖАНИЕ
ВВЕДЕНИЕ ...................................................................................................................... 7
ГЛАВА 1. ОБЗОР И АНАЛИЗ ЛИТЕРАТУРНЫХ ИСТОЧНИКОВ ....................... 11
1.1 Spirulina (Arthrospira) platensis. Ее применение .................................................. 11
1.2 Массовое производство спирулины: основная концепция ................................. 14
1.3 Очерк эволюции фотобиореакторов ..................................................................... 15
1.5 Моделирование
и
обоснование
выбора
формы
фотобиореактора
для
культивирования микроводоросли .............................................................................. 22
1.6 Исследование влияния длины волны излучения на развитие микроводоросли
Spirulina (Arthrospira) platensis .................................................................................... 25
Выводы по главе 1 ......................................................................................................... 29
ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ .......................................... 32
2.1 Объекты исследований ........................................................................................... 32
2.2 Методы исследований ............................................................................................ 34
2.2.1 Методика изучения темпов роста Spirulina (Arthrospira) platensis под
воздействием излучения разной длины волны .......................................................... 34
2.2.2 Методика измерения оптической плотности (коэффициента пропускания) на
приборе СФ-46 ............................................................................................................... 35
2.2.3 Методика наблюдения линейчатых спектров на спектроскопе СМц-1 ......... 38
2.2.4 Методика изучения влияния спектрального состава излучения на выведение
чистой культуры цианобактерии Spirulina (Arthrospira) platensis ............................ 39
2.2.5 Количественное определение белка в сухой биомассе цианобактерии
Spirulina, выросшей в условиях освещения светодиодными лентами, по общему
азоту с реактивом Несслера ......................................................................................... 41
ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ОПЫТОВ И ИХ АНАЛИЗ .............................................. 44
3.1 Результаты
опыта
по
выявлению
оптимального
цвета
освещения
фотобиореактора (ФБР) для выращивания Spirulina platensis ................................. 44
3.2 Изучение спектрального состава излучения светодиодов в ленте на
спектроскопе СМу-1 ..................................................................................................... 46
6
3.3 Изучение влияния спектрального состава излучения на выведение чистой
культуры цианобактерии Spirulina (Arthrospira) platensis ........................................ 48
3.4 Расчет белка в сухой биомассе цианобактерии спирулина, выросшей в
условиях освещения светодиодными лентами, по общему азоту с реактивом
Несслера ......................................................................................................................... 52
3.5 Сопоставление теоретических данных с результатами эксперимента .............. 54
3.6 3D-модель разработанного энергосберегающего фотобиореактора ................. 56
Вывод по главе 3 ........................................................................................................... 57
ВЫВОДЫ ....................................................................................................................... 58
СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ.................................................... 59
Приложение 1 ................................................................................................................ 62
7
ВВЕДЕНИЕ
Spirulina
(Arthrospira)
–
platensis
филаментная
сине-зеленая
прокариотическая микроводоросль (цианобактерия), интенсивно развивающаяся в
богатых карбонатами и гидрокарбонатами тропических и субтропических водах.
Это цианобактерия с высоким содержанием белка и, следовательно, обладающая
высокой пищевой ценностью. Ее можно культивировать либо в жидкости, либо в
твердой культуре. При культивировании в водной культуре рост клеток можно
определить, измеряя оптическую плотность. При производстве спирулины в
твердой культурой рост ее можно определить только косвенно, например, путем
определения содержания белка в ферментирующих твердых веществах.
Из-за
свойств
спирулины,
ее
применение
в
различных
областях
деятельности человека очень широкое:
 в сельском хозяйстве для подкормки растений, птиц и животных, в
пчеловодстве и рыбном хозяйстве;
 в пищевой промышленности;
 в медицине, косметологии и парфюмерии;
 для очистки сточных вод и реабилитации водоёмов;
 для производства кислорода;
 для производства биотоплива.
Известно, что благодаря спирулине можно добиваться:
 увеличения среднесуточных привесов при откорме крупнорогатого скота
и свиней на 30-40 %, увеличения удоев коров до 25 %;
 резкого, до 4-5 раз, сокращения падежа молодняка за счет укрепления
природного иммунитета животных;
 значительного
животных;
увеличения
продления
сроков
плодовитости
хозяйственного
родительского
непродуктивных осеменений, экономии на ветпрепаратах;
стада,
использования
сокращения
8
 повышения
усвояемости
кормов,
позволяющее
спирулины
основано
экономить
их
расходование до 22 % [2].
Производство
суспензии
на
фотосинтезе
микроводорослей, который осуществляется в емкости, с использованием
искусственного освещения [10].
Фотобиореактор – устройство для создания благоприятных условий
культивирования спирулины (далее по тексту-ФБР) [7]. Данное устройство, в
зависимости от конструкции, способно работать в автоматическом или
полуавтоматическом (с присутствием оператора) режиме. Позволяет выращивать
значительные объемы данной водоросли в промышленном масштабе. В качестве
источника света в закрытых установках традиционно применяют лампы
накаливания, в том числе кварцевые галогенные с отражателями, зеркальные
лампы, люминесцентные, но в настоящее время, на рынке светотехники широкое
применение получили светодиоды, которые обладают рядом преимуществом
перед традиционными источниками света.
Актуальность исследования. Обеспечение населения страны продуктами
питания высокого качества – одна из важнейших задач сельскохозяйственного
производства. Во многих странах мира микро- и макроводоросли успешно
используют в кормлении сельскохозяйственных животных и птицы с целью
повышения биологической ценности грубых кормов, все меньше используя
синтетические
добавки.
Причём,
предпочтение
отдаётся
одноклеточным
микроводорослям и цианобактериям (Scenedesmus obtusus, Spirulina Platensis,
Chlorella vulgaris и др.), так как их производство не требует асептических
условий, особых затрат и может быть налажено непосредственно в хозяйства [10].
Использование суспензии спирулины в кормовом рационе сельскохозяйственных
животных позволяет получать дополнительные привесы до 40 % и довести
сохранность поголовья до 99 %. Это достигается благодаря тому, что спирулина
является уникальным биологическим природным продуктом. Ни одно другое,
водное или наземное растение не обладает таким количеством полезных свойств,
9
какими наделена спирулина. Для массового применения суспензии этой
микроводоросли в сельском хозяйстве необходимо добиться снижения ее
себестоимости ее производства.
Целью данной научно-исследовательской работы является разработка
подходов к созданию энергосберегающего фотобиореактора для выращивания
микроводоросли Spirulina (Arthrospira) platensis. Основные отличительные
особенности разрабатываемого фотобиореактора, в отличие от конкурентных
установок:
 использование светодиодных источников света в качестве облучателей и
обогревателей;
 использование наиболее эффективной, со стороны распределения
излучения, формы резервуара для культивации;
 уменьшение затрат энергии на обогрев и освещение резервуара , в
котором проходит полный цикл выращивания спирулины до определенного
уровня накопления биомассы;
 оптимизация
спектрального
состава
излучения,
создаваемого
установкой.
Предметом исследования в данной дипломной работе является биомасса
цианобактерии.
Объектом – изучение влияния спектрального состава излучения на темпы
роста микроводоросли, а также изучение влияния светодиодной панели на
энергосбережение в процессе культивирования цианобактерии Spirulina Platensis.
Планируется создать установку, которая будет обеспечивать водоросли
всеми необходимыми условиями для их жизни и размножения. Следовательно,
были поставлены и решены следующие задачи:
1) изучить эффективность использования в качестве источников освещения
для выращивания водорослей новых сверхярких светодиодов по сравнению с
энергосберегающими люминесцентными лампами низкого давления;
10
2) изучить темпы роста заданного штамма Spirulina platensis под
воздействием излучения разной длины волны до достижения культурой фазы
замедления роста;
3) изучить влияние спектрального состава излучения на выведение чистой
культуры цианобактерии Spirulina (Arthrospira) platensis;
4) смоделировать лабораторный образец данной установки.
Научная
новизна
заключается
в
создании
энергосберегающего
фотобиореактора с использованием светодиодных источников света в качестве
облучателей и обогревателей.
Практическая ценность. Снижение себестоимости производства биомассы
спирулины.
Методы исследования. Основу данного исследования составляют является
комплексный анализ пищевой и системный подход рисунок в изучении
рассматриваемой системы. При проведении исследований и изложении материала
были применены общенаучные методы: теоретико-методологический анализ
литературных
источников, эмпирические методы исследования
наблюдения,
эксперимента,
сопоставительного анализа.
описание,
измерения
и
в форме
сравнительно-
11
ГЛАВА 1. ОБЗОР И АНАЛИЗ ЛИТЕРАТУРНЫХ ИСТОЧНИКОВ
1.1 Spirulina (Arthrospira) platensis. Ее применение
Цианобактерия Spirulina platensis состоит из 50-70 % белка, 5-10 % липидов
и
10-20 %
углеводов,
а
также
веществ
с
антиканцерогенными,
гипохолестеринемическими и антиоксидантными свойствами. Из-за высокого
содержания питательных и сложных органических молекул S. platensis можно
использовать не только в пищевых продуктах для человека и животных, но также
и в тонкой химии. В 1981 году Управление по контролю за продуктами и
лекарствами (FDA) приняло решение, что поскольку Спирулина является
источником белков и содержит большое количество витаминов и минералов, ее
можно было законно продавать в качестве пищевой добавки [1].
Для приготовления кормовой добавки используется планктонный штамм
Spirulina platensis, который отличается высокой степенью использования световой
энергии (КПД фотосинтетически активной радиации 3,6 %) и химическим
составом клетки по содержанию белков, незаменимых аминокислот, витаминов,
набору микроэлементов, биологически активным веществам, с которыми не могут
сравниться не только водные, но и наземные растения [15]. Для получения
суспензии спирулины используется минимальное количество химических
реактивов, энергетических средств, полностью предотвращается загрязнение
среды, а получаемая продукция является экологически чистой. Производство
суспензии спирулины не имеет отходов, так как вся произведенная продукция
используется в корм животным. Высокая биологическая активность планктонного
штамма дает возможность сократить дозировки и сроки выпаивания животным
суспензии спирулины, а эффект последействия позволяет сохранять высокие
темпы роста и сохранности поголовья на весь период откорма. Спирулина
является уникальной кормовой добавкой, не требующей больших трудозатрат и
специальной
подготовки
персонала.
На
сегодняшний
день
с
этой
микроводорослью по получаемой продуктивности и сохранности поголовья
животных,
простоте
использования
и
обслуживания,
экономической
12
эффективности никто не может конкурировать не только в России, но и за ее
пределами.
Использование
суспензии
спирулины
в
кормовом
рационе
сельскохозяйственных животных позволяет получать дополнительные привесы до
40 % и довести сохранность поголовья до 99 %. Это достигается благодаря тому,
что спирулина является уникальным биологическим природным продуктом. Ни
одно другое, водное или наземное растение не обладает таким количеством
полезных свойств, какими наделена спирулина [3]. Высушенная спирулина
содержит около 60 % (51-71 %) белка. Это полноценный белок, содержащий все
незаменимые аминокислоты, хотя и с пониженным содержанием метионина,
цистеина и лизина по сравнению с белком мяса, яиц и молока. Однако, по данным
показателям спирулина превосходит другие растительные источники белка, такие
как бобовые [7].
Содержание липидов составляет около 7 % от массы, в спирулине
присутствует
большое
количество
гамма-линоленовой
кислоты
(GLA),
присутствует альфа-линоленовая кислота (ALA), линолевая кислота (LA),
стеаридоновая
кислота
(SDA),
эйкозапентаеновая
кислота
(EPA),
докозагексаеновая кислота (DHA) и арахидоновая кислота (АА). Спирулина
содержит витамины В1 (тиамин), В2 (рибофлавин), В3 (никотинамид), В6
(пиридоксин), В9 (фолиевая кислота), витамин С, витамин D, витамин А и
витамин Е. Также спирулина является источником калия, кальция, хрома, меди,
железа, магния, марганца, фосфора, селена, натрия и цинка [8; 10]. Спирулина
содержит множество пигментов, которые могут быть полезны и биодоступны, в
том числе бета-каротин. Токсикологические исследования влияния употребления
спирулины на людей и животных, включая употребление в пропорции 800 мг/кг и
замены до 60 % суточной нормы белка на белок спирулины, не показали
признаков
токсического
воздействия.
Рождаемость,
тератогенность
и
послеродовые исследования в течение нескольких поколений на животных также
не нашли никаких негативных последствий от употребления спирулины. В рамках
проведённого в 2009 году исследования, 550 недоедающих детей употребляли до
10 грамм порошка спирулины в день, без каких-либо побочных эффектов.
13
Многочисленные клинические исследования также не выявили вредного
воздействия добавок из спирулины [7].
Некоторые исследования были проведены для оценки воздействия
спирулины на организм недоедающих детей, в качестве средства лечения
косметических
аспектов
отравления
мышьяком,
сенной
лихорадки
и
аллергического ринита, при артрите, при гиперлипидемии и гипертонии, как
средство повышения выносливости к физическим нагрузкам. Наличие в
спирулине антиоксиданта β-каротина позволяет предположить наличие некоторой
противоопухолевой
активности.
Существуют
некоторые
свидетельства
о
положительном воздействии спирулины на снижение уровня холестерина в крови,
но, перед тем как сделать окончательные выводы о её эффективности, требуется
проведение
проведённые
большого
объёма
эксперименты
дополнительных
указывают
на
исследований.
перспективность
Отдельные
дальнейших
исследований эффективности спирулины при синдроме хронической усталости и
в качестве противовирусного средства [8].
Введение суспензии спирулины в рацион сельскохозяйственных животных
сокращает до минимума падеж молодняка, способствует лучшему усвоению
корма, увеличивает сопротивляемость организма к заболеваниям, что особенно
важно при стойловом содержании скота на откормочных пунктах и в зимний
период,
является
профилактическим
средством
против
авитаминозных
заболеваний, повышает привесы свиней, крупного рогатого скота, кроликов, птиц,
увеличивает яйценоскость кур[26]. В рацион животных спирулину можно
добавлять в виде суспензии, пасты или сухой биомассы. Наиболее целесообразно
использование суспензии, так как половина водорастворимых витаминов
находится в жидкой среде, в которой культивируется спирулина . В птицеводстве
применение спирулины ведет к возрастанию привесов от 5 до 30 %, более ранней
оперяемости, повышению яйценоскости на 9-13 %, массы яиц – на 11,5-14 % и
содержания каротина в них – в 1,5-2 раза, к увеличению количества витаминов А
и Е в печени, снижает гибель цыплят в 3-4 раза [10].
14
Потребность животноводства в суспензии спирулины очень велика, так как
она с успехом используется в качестве витаминно-кормовой добавки для всех
видов животных: крупного рогатого скота, свиней, овец, коз, кроликов, птиц, рыб,
насекомых, чернобурых лис, норок и т.д. [15].
Учитывая совокупность приведенных выше данных о положительном
влиянии подкормки суспензией спирулины на показатели продуктивности
различных животных, следует признать целесообразным строительство хотя бы
небольшой установки (биореактора) для выращивания спирулины на каждом
животноводческом комплексе и птицефабрике для введения в рационы кормления
животных жизненно необходимых веществ, содержащихся в биомассе данной
водоросли. Это позволит сократить расходы на ветеринарные препараты,
увеличит выживаемость поголовья и суточные привесы, будет способствовать
получению дополнительной прибыли.
1.2 Массовое производство спирулины: основная концепция
За последние десять лет произошел взрыв активности в отношении
производства микроводорослей в коммерческих целях. Начиная со скромного
производства микроводоросли Chlorella в Японии в конце 1950-х годов, новые
начинания стали специализированными отраслями во всем мире, нацеленными на
производство здоровой пищи, пищевых добавок, кормов для животных,
биоудобрений и ассортимента натуральных продуктов.
Концепция водорослевой биотехнологии в основном такая же, как и в
традиционном сельском хозяйстве, а именно использование фотосинтетического
оборудования для производства биомассы, которая будет использоваться в
качестве источника пищи, корма, химических веществ и энергии. Основные
преимущества культивирования микроводорослей в качестве источника биомассы
заключаются в следующем [11]:
1. Микроводоросли считаются очень эффективной биологической системой
сбора солнечной энергии для производства органических соединений в процессе
фотосинтеза.
15
2. Микроводоросли нельзя отнести к васкулярным растениями, в них к
отсутствуют (обычно) сложные репродуктивные органы, что делает всю биомассу
доступной для сбора урожая и использования.
3. Многие виды микроводорослей могут быть индуцированы для получения
особенно высоких концентраций выбранных коммерчески ценных соединений,
таких как белки, углеводы, липиды и пигменты.
4. Микроводоросли – это микроорганизмы, которые проходят простой цикл
деления клеток, в большинстве случаев без стадии полового типа, что позволяет
им завершить свой клеточный цикл в течение нескольких часов и сделать
генетический отбор и скрининг штаммов относительно быстрым и легким. Это
также позволяет гораздо быстрее развивать и демонстрировать производственные
процессы, чем с другими сельскохозяйственными культурами.
5. Для многих регионов, страдающих низкой продуктивностью из-за плохих
почв или нехватки пресной воды, выращивание микроводорослей может быть
почти единственным способом повышения продуктивности и обеспечения
поставок основного белка как человеку, так и животным.
6. Системы производства биомассы микроводорослей могут быть легко
адаптированы к различным уровням эксплуатационных или технологических
навыков, от простых, трудоемких производственных установок до полностью
автоматизированных систем, которые требуют высоких капиталовложений.
1.3 Очерк эволюции фотобиореакторов
На самых ранних этапах развития современной микробиологии, когда
естествоиспытатели стали работать с чистыми культурами микроорганизмов, они
обратили внимание на внешние – фенотипические – изменения колоний
изучаемых объектов, связанные с изменениями условий их культивирования.
Скажем, цвет отдельных колоний некоторых бактерий и грибов изменялся, если
микроорганизмы выращивались (или инкубировались после выращивания) не в
темноте термостата, а на свету. По мере развития микробиологии до
промышленного
уровня
накопилось
множество
данных,
позволявших
16
использовать
дополнительное
интенсивное
освещение
на
благо
экспериментаторов и производственников.
Две основных мотивировки использования освещения при культивировании
микроорганизмов можно сформулировать как:
 подведение дополнительной энергии клеткам выращиваемых культур;
 стимуляция
конкретных
метаболических
светозависимых
биосинтетических процессов.
В любом случае человек стал создавать приемлемую и по возможности
более
эффективную
систему
освещения
биотехнологического
объекта
в
аппаратных условиях. Наиболее традиционным методом конструктивного
решения данных задач является использование рабочих ёмкостей аппаратов,
изготовленных
из прозрачных
материалов
с расположением
требуемого
количества источников света снаружи. В таких случаях перемешивание и аэрация
культуры производятся традиционными способами. До сих пор разнокалиберные
плоские
конструкции
очень
популярны
в
лабораториях,
занимающихся
исследованием, например, галобактерий.
Частным случаем подобных конструкций являются трубчатые аппараты, в
том числе использующие солнечное освещение. Существовали даже «мобильные
ФБР», смонтированные на грузовиках и предназначенные для перемещения с
целью выявления мест, обеспечивающих наилучший режим инсоляции и,
следовательно, максимальной биологической продуктивности. К этому же классу
фотобиореакторов можно отнести металлические аппараты, оборудованные
фотоячейкой – выносным прозрачным освещаемым объёмом, через который
постоянно прокачивается культуральная жидкость с клетками выращиваемого
микроорганизма. Появление лазерных источников освещения в конце прошлого
века
породило
множество
исследований,
нацеленных
на
определение
перспективности использования когерентного излучения в биотехнологии. С
точки зрения систематики фотобиореакторов, аппараты, оснащённые лазерами,
можно отнести всё к тому же первому типу – ФБР с внешним источником.
17
Но эволюция способов подведения света к клеткам биологических объектов
продолжалась. Появилось много конструкций аппаратов с источниками света,
расположенными непосредственно внутри рабочих ёмкостей. В этих ФБР
вертикальные
трубчатые
лампы
искусственного
света
установлены
непосредственно в рабочей ёмкости и дополнительно служат отражательными
перегородками. Обычные лопастные мешалки обеспечивают высокую кратность
обновления освещённого слоя суспензии за счёт увеличения числа Рейнольдса
(отношения сил инерции к силам вязкости) в перемешиваемой жидкости, в
результате чего режим течения из ламинарного становится турбулентным.
Настоящим прорывом в деле конструирования фотобиореакторов явилась
разработка также отечественного аппарата – SU 1828660 А3 (1981), исходно
предназначенного для выращивания водоросли с нежными клеточными стенкамиспирулины. Следующий скачок в эволюции ФБР связан с появлением
светодиодов и их широчайшими потенциальными возможностями. Очевидно, что
светодиоды являются реальной альтернативой традиционным источникам света, в
том числе и для переноса световой энергии к клеткам микроорганизмов в
процессе их культивирования. Осветительные устройства на базе светодиодов
обладают
уникальными
технологическими
преимуществами.
Их
размер
составляет лишь несколько миллиметров; типичный светодиод потребляет ток 1520 мА при рабочем напряжении несколько вольт постоянного тока.
За последние годы эффективность светодиодов существенно возросла: в
декабре 2006 года фирма Nichia анонсировала новые светодиоды белого свечения
с эффективностью светоотдачи 150 лм/Вт (люмен/ватт). У ламп накаливания этот
показатель на порядок ниже – 10-15 лм/Вт, у люминесцентных ламп – 90 лм/Вт.
Даже у лучшего по эффективности среди традиционных источников света,
натриевых ламп высокого давления, максимальная светоотдача – около 130 лм/Вт.
Телесные углы светодиодов также растут. Монохроматическое излучение
светодиодов
способствует
высокой
насыщенности
цвета,
коэффициент
цветопередачи Ra у белых светодиодов превышает 80 (у идеального светильника,
полностью имитирующего солнечный спектр, Ra=100, у галогенных и лучших
18
образцов люминесцентных ламп Ra>90). Все эти замечательные свойства
светодиодов
пришлись
как
нельзя
более
кстати
для
использования
в
биотехнологии.
В настоящее время строится полупромышленный фотобиореактор с
перемешивающим устройством, основанным на модифицированной конструкции
Жаворонкова – два параллельных диска, между которыми натянуты эластичные
прозрачные пластиковые трубки, содержащие цепочки светодиодов (световые
жгуты), подключённых к электропитанию постоянным током.
При вращении перемешивающего устройства световые жгуты постоянно
находятся в толще культуральной жидкости. Применение световых жгутов
позволяет
подводить
требуемое
освещение
непосредственно
к
клеткам
выращиваемой культуры. Количество световых жгутов, количество и типы
светодиодов в них подбираются в соответствии с «пожеланиями» объекта
культивирования и другими необходимыми технологическими условиями.
Дополнительные световые жгуты могут быть расположены также на внутренней
поверхности рабочей камеры ФБР. При этом вертикальное расположение
световых жгутов несколько улучшает перемешивание культуральной жидкости за
счёт усиления центробежного перемещения части циркулярного потока. Важным
достоинством
данной
конструкции
является
отсутствие
необходимости
использовать сложные и хрупкие конструкции в светопрозрачных защитных
кожухах, как у предшественников.
1.4 Виды фотобиореакторов для выращивания спирулины
Производство
суспензии
спирулины
основано
на
фотосинтезе
микроводорослей, который осуществляется в емкости, с использованием
искусственного освещения. Процесс производства непрерывный, при котором из
емкости ежесуточно сливается часть объема суспензии клеток микроводорослей,
которая
идет
на
выпаивание
животным.
Воспроизводство
спирулины
осуществляется в питательном растворе, приготовленном по специальному
рецепту. Культивирование спирулины ведется круглый год. Продуктивность
19
спирулины не зависит от сезона года [10]. По мере развития микробиологии до
промышленного
использовать
уровня
накопилось
дополнительное
множество
интенсивное
данных,
освещение
позволявших
на
благо
экспериментаторов и производственников. На начальных этапах работы с
микроводорослями проводили исследования влияния светового потока на
спирулину. Разумеется, обнаружили, что есть эффект дозы – при освещении, т.е.
чем больше света получает объект, тем выше уровень культивации. Вскоре
появились два логически оправданных решения проблемы – следить за
симметричным расположением объектов относительно источника света или
увеличивать
освещённость.
Проблемы
стали
острее
с
переходом
на
полупромышленный и промышленный уровни получения целевых продуктов в
светозависимых технологических процессах. В этот момент времени появились
разработки
аппаратов
для
культивирования
фотосинтезирующих
микроорганизмов, получивших название фотобиореакторы (ФБР). Вследствие
чего увеличилось количество патентов, статей в научных журналах. Но и на
сегодня разработка фотобиореакторов для культивирования светочувствительных
микроорганизмов остаётся актуальной. При этом следует решить три основные
задачи:
а) добиться
требуемого
уровня
освещения
клеток
культивируемого
микроорганизма;
б) добиться требуемого уровня аэрации культуры;
в) обеспечить максимальную степень однородности обеспечения каждой
клетки культуры по этим двум параметрам.
Наиболее традиционным методом конструктивного решения задач является
использование рабочих ёмкостей аппаратов, изготовленных из прозрачных
материалов с расположением требуемого количества источников света снаружи.
В
таких
случаях
перемешивание
и
аэрация
культуры
производятся
традиционными способами. Существуют и другие способы подвода света к
клеткам. Появилось много конструкций аппаратов с источниками света,
расположенными непосредственно внутри рабочих ёмкостей. В этих ФБР
20
вертикальные
трубчатые
лампы
искусственного
света
установлены
непосредственно в рабочей ёмкости и дополнительно служат отражательными
перегородками (рисунок 1.1). В качестве примера давно и эффективно
используемой конструкции можно привести отечественный аппарат, защищённый
авторским свидетельством SU 1570678 А1 (1979). Обычные лопастные мешалки
обеспечивают высокую кратность обновления освещённого слоя суспензии[9].
Настоящим прорывом, как говорилось ранее, в деле конструирования
фотобиореакторов явилась разработка отечественного аппарата – SU 1828660 А3
(1981), исходно предназначенного для выращивания водоросли с нежными
клеточными стенками – спирулины. Принципиальное отличие аппарата,
разработанного под руководством В.А. Жаворонкова, состоит в использовании
гибких мешалок, закреплённых между двумя горизонтально расположенными
дисками.
1 – емкость; 2 – патрубок для подвода питательной среды; 3 – патрубок для
отвода питательной среды; 4 – источник искусственного света; 5 – лопастная
мешалка; 6 – барботер; 7 – теплообменник; 8 – патрубок для подвода газа;
9 – патрубок для подвода хладагентов; 10 – патрубок для отвода хладагентов
Рисунок 1.1 – Фотобиореактор 1979 года
21
Вращение такого перемешивающего устройства обеспечивает образование
воздушной полости в центре ёмкости аппарата за счёт усиления центробежного
перемещения
культуральной
жидкости.
В
этой
полости
располагаются
электрические лампы, заключённые в светопрозрачный двустенный кожух. В
полости
между
двойными
стенками
циркулирует
жидкость,
служащая
хладагентом для мощных натриевых ламп. В настоящее время фотобиореакторы с
гибкими мешалками успешно используются при культивировании различных
микроводорослей и светочувствительных бактерий. Вместе с тем, хотя полостные
ФБР такой конструкции и признаны наиболее экономичными, нельзя не отметить
относительную сложность конструкции системы освещения и охлаждения ламп, а
также ограничения рабочих объёмов при использовании режима высокоплотного
культивирования. Следующий этап в эволюции ФБР связан с появлением
светодиодов и их широчайшими потенциальными возможностями. Очевидно, что
светодиоды являются реальной альтернативой традиционным источникам света, в
том числе и для переноса световой энергии к клеткам микроорганизмов в
процессе их культивирования. Осветительные устройства на базе светодиодов
обладают
уникальными
технологическими
преимуществами.
Их
размер
составляет лишь несколько миллиметров. Все преимущества светодиодов
благоприятны для увеличения скорости культивации спирулины [5]. Из анализа
публикаций можно сделать вывод, что в настоящий момент нет крупных работ,
направленных
на разработку энергоэффективного
и автоматизированного
фотобиореактора для выращивания хлореллы в искусственных условиях.
Эволюция ФБР существует, однако применяют самые простые модели
фотобиореакторов. В России культивацию спирулины выполняют малое
количество
компаний.
Все
известные
виды
фотобиореакторов
можно
классифицировать по следующим критериям: форма резервуара, степень
изоляции от внешней среды и тип освещения (рисунок 1.2).
22
Рисунок 1.2 – Классификация фотобиореакторов
1.5 Моделирование и обоснование выбора формы фотобиореактора для
культивирования микроводоросли
В настоящее время спроектированы модели ФБР наиболее популярной у
производителей спирулины формы резервуара (рисунок 1.3б), а также формы
(рисунок 1.3а и 1.3в), в которых ожидается наиболее равномерное распределение
излучения. Целью работы, проведенной группой исследователей из Томского
политехнического
университета,
был
выбор
конфигурации
резервуара
фотобиореактора для наиболее эффективного выращивания спирулины в
искусственных условиях, за счет лучшего распределения излучения по объему
суспензии. Объемы были приняты за равные (15 л), для создания необходимого
объема были заданы габариты, представленные на рисунке 1.3.
Рисунок 1.3 – Рассматриваемые формы фотобиореакторов: а – цилиндр с
наружным облучением; б – прямоугольный параллелепипед с наружным
облучением; в – цилиндр с внутренним облучением.
23
Для
каждого
из
типов
резервуаров
были
подобраны
различные
облучательные установки, и проведены расчеты светотехнических параметров в
программной
среде
Dialux [12].
В
качестве
источников
излучения
при
моделировании были использованы светодиоды марки CREE модели XLamp XTE White, спектр излучения которых представлен на рисунке 1.4.
Рисунок 1.4 – Спектр излучения XLamp XT-E White
Каждая из пяти облучательных установок состояла из 40 светодиодов,
равномерно расположенных по поверхностям, выбранным за основу.
Были перечислены каждый из этих вариантов:
1. Расположение
облучательных
приборов
на
боковой
поверхности
цилиндра, образующего резервуар, представленный на рисунке 1.5а.
2. Расположение облучательных приборов на основаниях цилиндра,
образующего резервуар, представленный на рисунке 1.5б.
3. Расположение
облучательных
приборов
на
боковых
гранях
параллелепипеда, образующего резервуар, представленный на рисунке 1.5б.
4. Расположение облучательных приборов на основаниях параллелепипеда,
образующего резервуар, представленный на рисунке 1.5в.
24
5. Расположение
цилиндра,
облучательных
представляющего
собой
приборов
на
боковой
поверхности
внутреннюю
стенку
резервуара,
представленного на рисунке 1.5в.
Рисунок 1.5 – Габаритные размеры резервуаров с расположением
облучательных приборов на: а – боковой поверхности цилиндра; б – основаниях
цилиндра; в – на основаниях параллелепипеда
Результаты
расчета распределения излучения
в фиктивных цветах
приведены на рисунке 1.6.
Рисунок 1.6 – Распределение излучения в фиктивных цветах
Проанализировав полученные результаты был сделан вывод о том, что
наиболее равномерное распределение излучения наблюдается в резервуарах с
25
цилиндрической формой, так как при прямоугольной форме на местах стыков
появляются потери излучения. Если сравнивать между собой варианты под
номерами 3 и 4, то приоритетным из них является 4.
С точки зрения расположения световых полей этот вариант лучше, не
смотря на снижение уровня освещенности. При увеличении количества
излучателей этот вариант можно использовать наряду с цилиндрическими
формами. Среди вариантов 1, 2 и 5 самым эффективным по распределению
излучения внутри объема резервуара можно назвать первый. Во втором варианте,
где облучатели расположены на основаниях цилиндра, интенсивности излучения
не достаточно для всей высоты цилиндра, в середине наблюдается резкое
снижение уровня облученности, что доказывает отсутствие равномерности. В
пятом варианте, помимо сложности изготовления, к недостаткам можно отнести
потери интенсивности на стыках между боковой поверхностью цилиндра и его
основаниями.
Первый вариант относительно прост в изготовлении, а также распределение
излучения здесь наиболее равномерно. Улучшить полученный результат
возможно благодаря нанесению отражающего покрытия на боковую поверхность
цилиндра (за светодиодами), которое устранит излишние потери излучения, а так
же положительно повлияет на равномерность распределения излучения.
1.6 Исследование влияния длины волны излучения на развитие
микроводоросли Spirulina (Arthrospira) platensis
Для производства биомассы спирулины требуется соблюдать несколько
условий. Это в первую очередь определенная питательная среда, температура и
свет.
Световое воздействие заключается в облучении либо солнечным светом,
либо искусственными источниками света в зависимости от климата.
Выращивают микроводоросли Spirulina в открытых (бассейнах) и в
закрытых культиваторах.
26
Закрытые фотореакторы – это системы прозрачных емкостей (труб,
аквариумов),
внутри
которых
циркулирует
питательная
среда
с
микроводорослями.
В качестве облучателя в закрытых фотореакторах используются в основном
лампы накаливания, в том числе кварцевые галогенные с отражателями,
зеркальные лампы, и люминесцентные лампы. Используют также дуговые
ртутные люминесцентные, ксеноновые, натриевые лампы. По сравнению с
естественными источниками света искусственные источники могут создавать
большую облученность, нежели солнечный свет [15].
Культивирование микроорганизмов в закрытых биореакторах связано с
большими энергетическими затратами на освещение.
Одним из возможных решений снижения затрат на электроэнергию и
получения спектра излучения с необходимыми характеристиками для культуры
является применение светодиодной облучательной установки.
Выбрав
наиболее
оптимальные
параметры
для
роста
и
развития
микроводорослей, можно создать благоприятные условия для быстрого их роста и
снизить время, затрачиваемое на их выращивание.
Цель различных экспериментальных исследований в этой области – выявить
влияние фотометрических характеристик источника излучения на эффективность
выращивания.
Группа ученых из Томского политехнического университета занились
изучением данной проблемы [12]. Облучение производилось разными типами
источников
света:
лампой
накаливания
(ЛН),
светодиодной
(СД)
и
люминесцентной (КЛЛ) лампами.
В ходе проведения исследований были получены данные увеличения
оптической плотности D суспензии спирулины.
В первом случае использовались лампы одинаковой цветовой температуры
4200 К. Результаты прироста получились практически идентичными. Таким
образом, было установлено, что при данной цветовой температуре степень
27
влияния характера спектра излучения источника света на рост культуры
незначительна.
Таблица 1.1 – Результаты измерений при облучении разными лампами
Наименование
ЛН
КЛЛ, T=4200 К
СД, Т=6500 К
СД, Т=4200 К
D0
0,009
0,010
0,010
0,003
D
0,203
0,122
0,084
0,115
D – D0
0,194
0,112
0,074
0,112
Во втором случае для облучения биомассы использовались светодиодные
лампы с цветовой температурой 4200 К и 6500 К. Характер спектров излучения
ламп схож и условия, при которых происходило культивирование суспензии
спирулины, идентичны.
Результаты эксперимента значительно отличаются друг от друга, что
позволяет предположить, что на процесс роста микроводоросли влияет цвет
свечения ламп (см. таблица 1.1).
Как и все растения, спирулина поглощает не все длины волн света.
Для получения кривой светопоглощения спирулины был измерен спектр
оптической плотности. Оптическую плотность измеряли в диапазоне длин волн от
300 до 800 нм, при толщине слоя 1 см.
Пользуясь
полученными
значениями
D,
рассчитали
коэффициенты
поглощения спирулины.
Спектр поглощения имеет непрерывный характер, но обнаруживается два
максимума на той длине волны света, где имеется максимальное поглощение
квантов света, первый - в красной области (от 660 до 680 нм) и второй максимум
расположен в синем спектральном диапазоне от 420 до 450 нм. Таким образом,
именно в этих областях эффективность фотосинтеза наибольшая. Значительный
провал наблюдается в интервале длин волн от 500 до 580 нм. Таким образом, свет
в зеленой области имеет наименьшее поглощение (рисунок 1.7).
28
Следующие эксперименты были нацелены на выявление конкретных длин
волн, при которых будет наблюдаться максимальный прирост биомассы. В ходе
проведения эксперимента, культуру облучали светодиодными источниками света
с красным (от 620 до 630 нм), синим (от 450 до 465 нм) и зеленым (от 520 до 535
нм) светом.
Результат получили следующий: наибольшее значение D наблюдается под
действием облучения суспензии спирулины красным и синим светом, т. е. при
длине волны от 450 до 465 нм и от 620-630 нм.
При облучении зеленым светом прироста биомассы не наблюдалось
(таблица 1.2).
Рисунок 1.7 – Спектр поглощения суспензии спирулины в диапазоне
длин волн от 300 до 800 нм
На основании полученных результатов был проведен эксперимент, в
котором, культуру облучали светом, полученным путем комбинирования красных
и синих светодиодов. Диапазон излучения красного светодиодного облучателя от
620 до 630 нм, синего – 450-465.
Как видно из спектра поглощения спирулины коэффициент поглощения
культуры при этих длинах волн составляет 3,5 % и 1,5 % соответственно. Таким
29
образом, было взято отношение энергии по спектру красного и синего света, в
пропорции 1:2,3.
Интенсивность фотосинтеза при освещении комбинированным светом КС
(красный и синий) оказалась выше интенсивностей фотосинтеза, наблюдаемой
при облучении каждой длиной волны в отдельности (таблица 1.2).
Таблица 1.2 – Результаты экспериментов по влиянию светодиодных излучателей
Наименование
СД, синий (450-465 нм)
СД, красный (620-630 нм)
СД, зеленый (520-535 нм)
D0
0,025
0,026
0,026
D
0,656
0,482
0,054
D – D0
0,621
0,456
0,028
Т [ºС]
34,8
33,4
34
E [клк]
5,3
5,9
6,5
Таблица 1.3 – Результаты экспериментов по влиянию комбинированного спектра
Наименование
СД, КС
D0
0,020
D
0,710
D – D0
0,690
T [ºС]
34
E [клк]
0,1
Более того, результат прироста биомассы при облучении водоросли
комбинацией красных и синих светодиодов на порядки выше, чем при облучении
традиционно используемыми источниками света.
Выводы по главе 1
Как видно из аналитического обзора, вопрос создания энергосберегающего
фотобиореактора стоит очень остро. Основная задача – понизить стоимость
культивируемой в реакторе микроводоросли, в данном случае микроводоросли
Spirulina (Arthrospira) platensis. Пониженная в результате себестоимость биомассы
спирулины позволит массово внедрять ее в различные сферы жизни человека.
В данной работе уклон делали непосредственно на сферу сельского
хозяйства . Было выяснено , что благодаря спирулине можно добиваться:
 увеличения среднесуточных привесов при откорме крупнорогатого
скота и свиней на 30-40 %, увеличения удоев коров до 25 %;
30
 резкого, до 4-5 раз, сокращения падежа молодняка за счет укрепления
природного иммунитета животных;
 значительного
животных;
продления
увеличения
сроков
плодовитости
хозяйственного
родительского
использования
стада,
сокращения
непродуктивных осеменений, экономии на ветпрепаратах;
 повышения
усвояемости
кормов,
позволяющее
экономить
их
расходование до 22 %.
Существуют различные виды фотобиореактров для культивирования
микроводорослей. Проанализировав доступную информацию о приведенных в
первой главе биореакторах, были выявлены недостатки установок:
1. Применение не энергоэффективных источников облучения: ламп
накаливания и люминесцентных ламп.
2. Также форма источников облучения делает не возможным равномерное
облучение хлореллы по всему объему культиватора.
3. К недостаткам можно отнести форму резервуаров для культивирования.
Форма прямоугольного параллелепипеда создает большие потери излучения в
углах резервуаров.
4. Отсутствие
возможности
регулировать
спектральный
состав
излучателей для быстрого роста спирулины.
Основные отличительные особенности разрабатываемого фотобиореактора,
в отличие от конкурентных установок:
 использование светодиодных источников света в качестве облучателей и
обогревателей;
 использование наиболее эффективной, со стороны распределения
излучения, формы резервуара для культивации;
 уменьшение затрат энергии на обогрев и освещение резервуара, в
котором проходит полный цикл выращивания спирулины до определенного
уровня накопления биомассы;
31
 оптимизация
спектрального
состава
излучения,
создаваемого
установкой;
 возможность регулирования спектрального состава излучения.
Усовершенствованный
фотобиореактор
должен
максимально
автоматизировать процесс выращивания микроводорослей и устранить большую
часть недостатков применяемых на сегодня культиваторов. Скорость получения и
качество готового продукта должны выйти на новый уровень, в то же время,
сократятся затраты на электроэнергию и работу обслуживающего персонала.
Основным потенциальным потребителем разработанной установки является
сельскохозяйственный сегмент. Планируется реализовать фотобиореактор на
региональном уровне.
32
ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ
2.1 Объекты исследований
В качестве объектов исследования в данной работе были использованы:
 штамм B-287 Spirulina
platensis
(Gomont) Geitler
из коллекции
микроводорослей ФГБУН «Институт морских биологических исследований
имени А.О. Ковалевского РАН» – по ТУ У 15.8-36374458-001:2010;
 культура Spirulina Platensis, выделенная из природной среды – по
ТУ У 15.8-36374458-001:2010;
 питательная среда Заррука, полученная в ФГБУН «Институт морских
биологических
исследований
имени
А.О.
Ковалевского
РАН»
–
по
ГОСТ 29112-91;
 высушенная биомасса спирулины;
 суспензия спирулины;
 светодиодная лента 5 м марки Epistar IP68 с перенастраиваемыми
режимами освещения;
 чашки Петри – по ГОСТ 25336-82;
 предметные стекла – по ГОСТ 9284-75;
 проточная вода – по ГОСТ Р 51232-98.
Схема проведения исследований дана в рисунке 2.1
33
Рисунок 2.1 – Схема проведения исследования
34
2.2 Методы исследований
2.2.1 Методика изучения темпов роста Spirulina (Arthrospira) platensis
под воздействием излучения разной длины волны
Изучали эффективность использования в качестве источников освещения
для выращивания водорослей новых сверхярких светодиодов по сравнению с
энергосберегающими люминесцентными лампами низкого давления. В качестве
объекта исследования использовали трихомную синезеленую водоросль Spirulina
(Arthrospira) platensis (Штамм B-287 Spirulina platensis (Gomont) Geitler из
коллекции
микроводорослей
ФГБУН
«Институт
морских
биологических
исследований имени А.О. Ковалевского РАН»). Водоросль выращивали в
стеклянных бюксах объемом 20 мл (рабочий объем 15 мл) на среде Заррука в
течение 14 дней.
Прирост биомассы Spirulina регистрировали при помощи измерения
оптической плотности на спектрофотометре СФ-46 (Россия).
Для выращивания Spirulina platensis использовали светодиодный осветитель
с различными комбинациями синего (420 нм), ярко-синего (450 нм), зеленого (497
нм), желтого (579 нм), красного (650 нм), красного очень слабого (708 нм),
слабого красного (700 нм) светового излучения (потребляемая мощность одного
светодиода около 1 Вт). При помощи пульта управления можно было
перенастраивать режимы освещения светодиодной ленты. Несмотря на высокую
энергетическую эффективность светодиодных источников света, для создания
полноценного осветителя на основе светодиодов необходим индивидуальный
подбор интенсивностей светового потока, а также подбор спектрального состава
для конкретного рода водорослей с целью достижения их максимальной
продуктивности и высокой антиоксидантной ценности суспензии. Для решения
этой задачи изучали рост Spirulina под светодиодами с разным спектральным
составом. Были использованы следующие варианты освещения: 1) синий, 2) яркосиний, 3) зеленый, 4) желтый, 5) красный очень слабый, 6) красный, 7) слабый
красный.
35
Далее освещали культивируемую микроводоросль под разными режимами
освещения.
Первый
режим
(красный):
1) желтый
яркий + 2) красный
очень
слабый + 3) красный + 4) слабый красный.
Второй режим (синий): 1) зеленый слабый + 2) яркой-синий + 3) синий.
Третий режим (красный и синий): 1) желтый яркий + 2) красный очень
слабый + 3) красный + 4) красный
слабый + 5)зеленый
слабый + 6) яркой-
синий + 7) синий.
При каждом режиме освещения ежедневно в течение 14 суток измеряли
оптическую плотность суспензии спирулины на спектрофотометре СФ-46.
Делали
выводы о
культивирования
наиболее эффективном режиме освещения для
данной
микроводоросли
в
зависимости
от
показателя
оптической плотности [13].
2.2.2 Методика измерения оптической плотности (коэффициента
пропускания) на приборе СФ-46
Для
определения
спектральной
зависимости
оптической
плотности
суспензии спирулины используют спектрофотометр СФ-46, общий вид которого
представлен на рисунке 2.1.
Рисунок 2.1 – Общий вид спектрофотометра СФ-46 [14]
Данный
прибор
предназначен
для
исследования
образцов
в
ультрафиолетовой, видимой и ближней инфракрасной областях спектра. В
36
качестве источников излучения выступают дейтериевая лампа (для работы в
области 190-350 нм) и лампа накаливания (350-1100 нм).
Подготовку прибора к работе проводят в следующем порядке:
1. С помощью ручки 9 закрывают шторку фотоэлемента и переключателем
11 устанавливают ширину щели 0,15 нм. Открывать кюветное отделение можно
только при установленной в положение «закр» рукоятке 9.
2. Нажимают
кнопку
«сеть»
и
клавишу
«пуск»
на
клавиатуре
(высвечивается запятая на цифровом табло).
3. В зависимости от необходимой области излучения ручку 4 устанавливают
в положение «Н» (лампа накаливания) или «Д» (дейтериевая лампа). Дейтериевая
лампа загорается после минутного прогрева. Прибор прогревают в течение 30
минут.
4. Помещают в кюветодержатель кюветы с исследуемыми растворами и
раствором сравнения. Устанавливают кюветодержатель на каретку в кюветное
отделение.
5. С помощью ручки 13 находят требуемую длину волны, вращая ручку в
сторону увеличения длин волн. Если при этом шкала повернется на большую
величину, необходимо возвратить ее назад на 5-10 нм и снова подвести к
требуемому значению.
6. Устанавливают
ручкой
6
в
рабочее
положение
фотоэлемент,
соответствующий выбранному спектральному диапазону.
При измерении оптической плотности выполняют следующие операции:
7. Ручку 9 ставят в положение «закр».
8. Нажимают клавишу Ш(0). При этом на табло высвечивается значение
сигнала в вольтах, пропорциональное значению темнового тока фотоэлемента.
9. Устанавливают ручкой 8 на табло числовое значение от 0,05 до 0,1.
Показания с табло снимают, нажимая клавишу Ш(0) до появления значения,
равного предыдущему или отличающегося от него не более чем на 0,001.
Последнее показание заносится в память прибора автоматически.
37
10. С помощью ручки 10 устанавливают на пути потока излучения кювету с
раствором сравнения.
11. Ручку 9 ставят в положение «откр».
12. Нажимают клавишу К(1). Отражаемое на табло показание должно
находиться в диапазоне от 0,5 до 5,0. При несоблюдении последнего требования
ручкой «щель» увеличивают ширину щели пропускания, отсчитывают 10 секунд
(наблюдая за миганием запятой на табло с частотой 1 раз в секунду), и снова
нажимают клавишу К(1).
13. Нажимают клавишу Д(5). При этом на табло должно появиться значение
0,000+0,001, а слева – индекс «5». Если показание имеет другое значение, еще раз
нажимают клавишу К(1).
14. Нажимают клавишу Ц/Р (высвечивается индикатор «Ц»), затем клавишу
Д5. Перемещая каретку рукояткой 10, устанавливают поочередно на пути потока
излучения кюветы с исследуемыми растворами и снимают показания с табло.
Стабильное значение устанавливается не сразу. Учитывают только величину,
отличающуюся от предыдущей не более, чем на 0,001. После снятия показаний
ручку 9 ставят в положение «закр».
15. Для перехода к определению оптической плотности при другой длине
волны, перемещением рукоятки 10 в поток излучения снова вводят кювету с
раствором сравнения, ручку 9 ставят в положение «закр», переключателем 11
устанавливают ширину щели 0,15 нм и повторяют все операции, начиная
с пункта 8.
При изучении УФ-поглощения растворов используют кварцевые кюветы,
характеризующиеся минимальным поглощением излучения данной области
спектра.
Используя аптечный препарат сывороточного альбумина человека (САЧ),
готовят
раствор
с
концентрацией
белка
1
мг/мл
путем
разбавления
дистиллированной водой. Для полученного раствора снимают спектр поглощения
в интервале длин волн 190-300 нм с шагом 5 нм. В отчете приводят полученный
спектр [14].
38
2.2.3 Методика наблюдения линейчатых спектров на спектроскопе
СМц-1
Для целей данной работы используют спектроскоп СМц-1, общий вид
которого представлен на рисунке 2.2.
1 – треножная устойчивая подставка; 2 – стойка; 3 – столик; 4 – призма;
5 – коллинаторная труба; 6 – подвижный кронштейн; 7 – винтовой
микрометр; 8 – зрительная труба
Рисунок 2.2 – Устройство двухтрубного спектроскопа СМц-1 [15]
На горизонтальной шкале микрометра нанесены деления ценой 1 мм. На
вращающемся барабанчике нанесена шкала с делениями 0,02 мм.
Градуировку прибора по спектру водорода проводят в следующем порядке:
1. Подключить ртутную лампу к ЛАТРу и подать на лампу напряжение не
более 150 В.
2. В окно, имеющееся на кожухе лампы, направить коллиматорную трубку
спектроскопа и пронаблюдать спектр ртути. Четкого видения спектральных линий
добиваются перемещением трубы Т3 относительно трубы Т2 (рисунок 2.3)
3. Находят линии ртути указанные в таблице 2.1. Последовательно
совмещая визирную нить с этими линиями. Делают отсчеты по шкале микрометра
для каждой линии и записывают их в таблицу 2.1.
39
4. По данным таблицы 2.1 строят график зависимости показателя
микрометра от длины волны [15].
Рисунок 2.3 – оптическая схема простейшего двухтрубного
спектроскопа [15]
Таблица 2.1 – Образец оформления экспериментальных данных
Линия
Красная очень слабая
Красная слабая
Желтая яркая
Зеленая яркая
Зеленая слабая
Синяя
Фиолетовая
Длина волны, нм
708
623
578
546
491
435
407
Показания микрометра, мм
2.2.4 Методика изучения влияния спектрального состава излучения на
выведение чистой культуры цианобактерии Spirulina (Arthrospira) platensis
Целью данной работы является изучение влияния электромагнитного
излучения с длинной волны 660 и 579 нм на интенсивность роста цианобактерии
Spirulina Platensis, и угнетение посторонних цианобактерий и микроводорослей в
суспензии, а также исследование возможности использования выбранных длин
волн в процессе выделения альгологически чистой культуры цианобактерии из
природной среды.
40
Эксперимент осуществляют в течении двенадцати суток. При этом
используют
фитоинкубатор
(рисунок
2.4),
представляющий
собой
нагревающуюся панель из светодиодных лент марки Epistar (Китай), со
стеклянной панелью для чашек Петри с культурой микроорганизмов. Стеклянную
панель можно перемещать по высоте относительно светодиодной панели. Это
позволяет регулировать температуру и интенсивность освещения, что в свою
очередь
оказывает
влияние
на
скорость
роста
микроорганизмов
на
питательной среде.
Посевной материал (рисунок 2.5) вносят на плотную агаризованную
стандартную среду Заррука [16]. Четыре пронумерованные чашки Петри (опыт)
ставят в фитоинкубатор и облучают светом с заданным спектральным составом –
20 % от общей мощности излучение с длиной волны 579 нм и 80 % – 660 нм, и
четыре чашки Петри (контроль) ставят под фитолампу Green-LP FH-B, (Россия),
излучающую в следующем спектральном диапазоне: 40 % – 445 нм и 60 % – 660
нм.
Определение
длины
волны
излучения
осуществляют
на
учебном
двухтрубном спектроскопе СМу-1 [15].
Эксперимент проводят в изолированном от внешнего освещения боксе.
Условия микроклимата в контроле и опыте должны быть одинаковы: температура
– 23 градуса по шкале Цельсия, давление – 715 мм ртутного столба.
Рисунок 2.4 – Фотография фитоинкубатора
41
Посевной
материал,
содержащий
помимо
Спирулины,
посторонние
цианобактерии, изображен на рисунке 2.5.
1
2
Рисунок 2.5 – Микрофотография (х40) исходного посевного материала:
1 – Spirulina Platensis, 2 – посторонние цианобактерии
Отбор проб проводят через каждые трое суток. С каждой из восьми чашек
Петри снимают пробы для пяти препаратов и исследуют под бинокулярным
микроскопом Levenhuk 850B. Результаты фиксируют, делая микрофотографии.
2.2.5 Количественное определение белка в сухой биомассе
цианобактерии Spirulina, выросшей в условиях освещения светодиодными
лентами, по общему азоту с реактивом Несслера
В чистую, сухую колбу Кьельдаля помещают навеску исследуемого
материала массой 0,2-0,3 г, взвешенную с точностью до 0,001 г, осторожно
приливают около 10 мл концентрированной серной кислоты и затем медленно
при небольшом перемешивании – 1-2 мл концентрированной перекиси водорода.
При этом происходит интенсивное обугливание озоляемого материала. Затем в
колбу вносят на кончике шпателя небольшое количество (около 0,01 г) селена.
Колбу закрывают стеклянной воронкой для конденсации выделяющихся при
42
озолении паров серной кислоты, устанавливают в наклонном положении на
электрическую плитку и нагревают до получения прозрачного бесцветного
раствора (в процессе озоления следует периодически поворачивать колбу).
Полученный раствор охлаждают и количественно переносят в колбу объемом
500 мл, несколько раз ополаскивая колбу Кьельдаля дистиллированной водой.
Объем раствора в колбе после охлаждения доводят до метки дистиллированной
водой. Кислотность полученного раствора определяют путем титрования аликвот
объемом 10 мл 1 н раствором гидроксида натрия в присутствии фенолфталеина.
Следующие операции проводят в нескольких повторностях. Для определения
концентрации ионов аммония 10 мл полученного после озоления раствора с
помощью пипетки Мора переносят в мерную колбу объемом 100 мл, приливают
дистиллированную воду до 70 мл, определенное методом алкалиметрического
титрования количество 1 н раствора NaOH, 4 мл 25 %-ного раствора сегнетовой
соли и, после перемешивания, 4 мл реактива Несслера. Объем в колбе доводят до
метки дистиллированной водой, тщательно перемешивают и после 15-минутного
выдерживания определяют оптическую плотность окрашенного раствора на
спектрофотометре или ФЭК при длине волны 430 нм относительно холостого
раствора, полученного разбавлением дистиллированной водой 4 мл реактива
Несслера в мерной колбе объемом 100 мл. По величине оптической плотности с
помощью калибровочного графика определяют массу азота в растворе.
Для построения калибровочного графика готовят рабочий стандартный
раствор
(NH4)2SO4
растворением
навески
химически
чистой
перекристаллизованной соли массой 0,38 г, взятой с точностью до 0,001 г, в
дистиллированной безаммиачной воде в мерной колбе объемом 1 л. Исходя из
массы навески, рассчитывают концентрацию азота CN, в мг/мл. В мерные колбы
объемом 100 мл из бюретки наливают 0,5; 1,0; 2,0; 3,0; 4,0; 5,0 мл рабочего
стандартного раствора (NH4)2SO4 и проводят все операции в соответствии с
описанной выше процедурой (исключая внесение 1 н раствора NaOH). Во всех
приготовленных растворах проводят определение оптической плотности через
15 минут после прибавления реактива Несслера. Данные для построения
43
калибровочного графика приводят в таблице. По полученным данным строят
калибровочный график.
Массовую долю белка в исследуемом объекте X, в %, рассчитывают по
следующей формуле:
X
где
m4  V4  K  10
,
V5  m3  (100   H 2O )
(1)
m4 ‒ масса азота в пробе, определенная по калибровочному графику,
мг;
ωH2О ‒ массовая доля влаги в исследуемом объекте, %.
K ‒ коэффициент пересчета, имеющий индивидуальное значение для
исследуемого
объекта
и
учитывающий
аминокислотного состава его белков [15].
особенности
44
ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ОПЫТОВ И ИХ АНАЛИЗ
3.1 Результаты опыта по выявлению оптимального цвета освещения
фотобиореактора (ФБР) для выращивания Spirulina platensis
Эксперимент проходит по пункту 2.2.1 методика изучения темпов роста
Spirulina (Arthrospira) platensis под воздействием излучения разной длины волны.
Был использован штамм B-287 Spirulina platensis (Gomont) Geitler из коллекции
микроводорослей ФГБУН «Институт морских биологических исследований
имени
А.О. Ковалевского РАН». В данном опыте оптическую плотность исследуемой
суспензии спирулины измеряют в соответствии с пунктом 2.2.2. Результаты
эксперимента присутствуют в таблице 3.1.
Таблица 3.1 – Результаты эксперимента по определению оптической плотности
День
проведения
эксперимента
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
Первый режим
(синий)
0,03
0,03
0,045
0,098
0,162
0,2
0,218
0,19
0,205
0,154
0,14
0,17
0,193
0,19
D
Второй режим
(красный)
0,03
0,035
0,043
0,05
0,108
0,156
0,197
0,304
0,425
0,478
0,520
0,538
0,544
0,605
Третий режим
(красный + синий)
0,03
0,042
0,056
0,074
0,175
0,186
0,210
0,323
0,470
0,567
0,609
0,654
0,700
0,750
45
Оптическая плотность, D,
е.о.п.
0,25
0,2
0,15
0,1
0,05
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
Дни эксперимента
Рисунок 3.1 – Динамика роста спирулины в ФБР при первом режиме
освещения
Оптическая плотность, D, е.о.п
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
Дни эксперимента
Рисунок 3.2 – Динамика роста спирулины в ФБР при втором режиме
освещения
46
Рисунок 3.3 – Динамика роста спирулины в ФБР при втором режиме
освещения
Из приведенных выше графиков можно сделать вывод о том, что фаза
замедления роста быстрее всего наступает именно при третьем режиме освещения
в ФБР (красный+синий).
3.2 Изучение спектрального состава излучения светодиодов в ленте на
спектроскопе СМу-1
Эксперимент проходит по пункту 2.2.3 методика наблюдения линейчатых
спектров на спектроскопе СМу-1. Полученные результаты измерений вносят в
таблицу 3.2.
47
Таблица 3.2 – Данные для калибровочный графика по ртутной лампе белого
свечения
Линия
Красная очень слабая
Красная слабая
Желтая яркая
Зеленая яркая
Зеленая слабая
Синяя
Фиолетовая
Длина волны, нм
708
623
578
546
491
435
407
Показания микрометра, мм
8,66
7,9
7,34
6,86
5,6
3,4
1,82
Далее по данным таблицы 3.2 строят калибровочный график по ртутной
лампе белого свечения (рисунок 3.4)
Рисунок 3.4 – Калибровочный график по ртутной лампе белого свечения
По представленному выше калибровочному графику находят длины волн
цветов, излучаемых красной и синей светодиодными лентами. Благодаря чему
устанавливают спектральный состав каждой из светодиодных лент. Полученные
данные вносят в таблицы 3.3 и 3.4 соответственно.
48
Таблица 3.3 – Результаты измерений красной светодиодной ленты
Линия
Желтая яркая
Красная
Красная очень слабая
Красная слабая
Длина волны, нм
579
650
700
708
Показания микрометра, мм
7,5
8,12
8,44
8,45
Таблица 3.4 – Результаты измерений синей светодиодной ленты
Линия
Зеленая
Зеленая слабая
Ярко-синяя
Синяя
Длина волны, нм
520
497
450
420
Показания микрометра, мм
6,24
5,88
4,5
2,8
Вывод: излучение светодиодов не является монохроматическим.
3.3 Изучение влияния спектрального состава излучения на выведение
чистой культуры цианобактерии Spirulina (Arthrospira) platensis
Эксперимент проходит по пункту 2.2.4 методика изучения влияния
спектрального состава излучения на выведение чистой культуры цианобактерии
Spirulina (Arthrospira) platensis. Через трое суток после начала эксперимента при
исследовании пяти препаратов с первой чашки Петри, находившейся под
фитолампой, посторонние цианобактерии (наряду со спирулиной) наблюдались
во всех пяти образцах. При изучении препаратов с первой чашки, находившейся в
фитоинкубаторе, не было замечено посторонних микроорганизмов, кроме самой
спирулины (рисунок 3.5).
49
а
б
Рисунок 3.5 – Микрофотографии препаратов (х40) цианобактерий,
находившихся в течении трех суток: а – под фитолампой, б – в фитоинкубаторе
Еще через трое суток снова были сняты пробы и было установлено, что во
всех пяти препаратах второй чашки Петри, находившейся под фитолампой,
находились посторонние цианобактерии. При исследовании проб, снятых со
второй чашки Петри, освещаемой преимущественно красным (λ = 660 нм) и
желтым (λ = 579 нм) светом, не были обнаружены никакие микроорганизмы,
помимо самой цианобактерии спирулины (рисунок 3.6).
а
б
Рисунок 3.6 – Микрофотографии препаратов (х80) цианобактерий после
выдержки в течении шести суток: а – под фитолампой, б – в фитоинкубаторе
После выдержки в девять и двенадцать суток посторонние цианобактерии
наблюдались уже во всех образцах (рисунок 3.7). Причем после выдержки в
50
девять суток при исследовании пяти препаратов цианобактерий, находившихся в
фитоинкубаторе, посторонние микроорганизмы были замечены только в двух
препаратах, после выдержки в двенадцать суток – уже во всех пяти.
а
б
Рисунок 3.7 – Микрофотографии препаратов (х40) цианобактерий после
выдержки в двенадцать часов: а – под фитолампой, б – в фитоинкубаторе
Согласно источнику [18] определена видовая принадлежность посторонней
цианобактерии. Исходя из фенотипических особенностей и описания характера
поведения, установлено, что цианобактерия принадлежит роду Rivularia
(Ривулария) (рисунок 3.8).
Полученные результаты показывают, что красное (λ = 660 нм) и желтое
(λ = 579 нм) освещение на начальных этапах культивирования угнетает рост
посторонних цианобактерий на стандартной питательной среде Заррука, не
оказывая особого влияния на динамику роста спирулины. Однако посторонние
фотосинтезирующие микроорганизмы постепенно адаптируются к излучению в
рассматриваемом спектральном диапазоне, о чем говорят дальнейшие анализы
проб, взятых с чашек Петри.
51
а
б
Рисунок 3.8 – Микрофотографии цианобактерий при увеличении х110:
а – типичный представитель рода Rivularia; б – исследуемая цианобактерия
Данное
обстоятельство
можно
объяснить,
исходя
из
следующих
соображений. Спирулина отличается высоким содержанием фикобилипротеидов,
а именно фикоцианина С (6-11 % от сухой массы), максимум поглощения
которого 630 нм [19].
Поэтому цианобактерия имеет темно-зеленый цвет с синим оттенком, и
высокую динамику роста при облучении суспензии электромагнитными волнами
длинной 660 нм и 579 нм.
При культивировании спирулины, освещаемой дополнительно синим
светом (λ = 445 нм), в работе [20] было зафиксировано снижение содержания
ценного биоантиоксиданта фикоцианина, участвующего в клетках водоросли в
процессе фотосинтеза, по отношению к остальным светособирающим пигментам.
Определение снижения концентрации фикоцианина в работе осуществляли
методом измерения оптических плотностей водных экстрактов сухой биомассы
спирулины.
52
Цианобактерии, относящиеся к роду Rivularia, имеют светло-зеленый
цвет
[18],
что
указывает
на
низкое
содержание,
либо
отсутствие
фикобилипротеидов. Это подтверждается снижением скорости роста данных
микроорганизмов при освещении красным (λ = 660 нм) и желтым (λ = 579 нм)
светом, и увеличение динамики роста клеток при дополнительном освещении
синим светом с длиной волны 445 нм. Следовательно, в составе цианобактерий
рода Rivularia в большей степени присутствуют каротиноиды с максимумом
поглощения в интервале 400-500 нм [21], и хлорофиллы с максимумами
поглощения 429 и 660 нм [10].
Последнее объясняет эффект адаптации цианобактерий рода Rivularia при
выращивании на стандартной среде Заррука и длительном освещении светом с
длиной волны 660 нм.
Таким образом, при выделении чистой культуры цианобактерии спирулины
из природных источников, содержащих посторонние микроводоросли, лишенные
фикобилипротеидов, целесообразно использовать освещение с длинами волн
579 и 660 нм. Это обеспечивает возможность получения чистых культур
цианобактерий с меньшим количеством пересевов на новые питательные среды,
если отбирать клетки на ранних стадиях культивирования.
3.4 Расчет белка в сухой биомассе цианобактерии спирулина, выросшей
в условиях освещения светодиодными лентами, по общему азоту с реактивом
Несслера
В соответствии с пунктом 2.2.5 произвели определение доли белка в
исследуемых образцах, используя реактив Несслера, т.е. определяли белок на
разных спектрах и режимах облучения. Сделали вывод о том, что спектр влияет
на количество белка.
Предварительно был построен калибровочный график (рисунок 3.9) по
данным таблицы 3.5.
53
Таблица 3.5 – Данные для построения калибровочного графика
Масса навески, г
CN, мг/мл
Объем рабочего стандартного раствора
Масса азота в колбах, мг
Оптические плотности растворов
0,5
0,04
0,046
11,0
0,08
0,125
0,19
0,08
22,0
33,0
0,16
0,24
0,266 0,421
44,0
0,32
0,568
5,0
0,4
0,685
Рисунок 3.9 – Калибровочный график зависимости оптической плотности от
массы азота в измеряемых растворах
Таблица 3.6 – Результаты проведенного эксперимента
Исследуемый
материал
Спирулина
Массовая
доля
влаги, %
Концентрация азота в
растворе, определенная с
помощью калибровочного
графика
7,5
0,45
Массовая доля белка в
исследуемом материале, %,
определенная
по справ.
экспериментально
данным
52,0
70,0
В ходе проведения эксперимента было выяснено, что исследуемая биомасса
спирулины имеет 52 % белка в пересчете на абсолютно сухое вещество, однако по
литературным данным достигает 70 % сырого протеина [23; 24]. Такая разница
между полученным результатом и справочными данными может заключаться в
исследовании разных штаммов Arhrospira Platensis. В природе насчитывается
54
более 20 штаммов данной цианобактерии, каждый из которых может иметь
процент белка, отличный от другого штамма.
3.5 Сопоставление теоретических данных с результатами эксперимента
Объектом сравнения служил смоделированный фотобиореактор, в котором
культивировали трихомную синезеленую водоросль Spirulina (Arthrospira)
platensis штамм IBCE S-2 из коллекции Инта биофизики и клеточной инженерии
НАН
Беларуси.
Культивирование
проводили
при
освещении
светом
энергосберегающих люминесцентных ламп низкого давления холодного дневного
света фирм Philips TL-D 36W/54-765 и Osram L36W/765 с интенсивностью
120 мкм/м2∙с-1
в
течение
14 сут
для
каждого
фотопериода.
Так
как
освещение осуществляли с помощью 4 ламп, общая потребляемая мощность
составила 0,144 кВт.
Таблица 3.7 – Условия освещения спирулины при выращивании в течение
14 суток
Режим освещения
свет-темнота
Постоянное освещение
14 ч св. – 10 ч темн.
10 ч св. – 14 ч темн.
12 ч св. – 12 ч темн.
8 ч св. – 8 ч темн.
7 ч св. – 5 ч темн.
2 ч св. – 25 мин темн.
Количество часов
освещения
336
196
140
168
168
196
280
Расход электроэнергии
кВт
48,4
28,2
20,2
24,2
24,2
28,2
40,3
В таблице 3.7 приведены данные о режимах освещения культуры,
количестве часов, в течение которых она освещалась при каждом периоде, и
количестве киловатт-часов, затраченных на освещение при каждом фотопериоде.
Таким образом, среднее потребление электроэнергии при культивировании
с
освещением
энергосберегающими
люминесцентными
лампами
низкого
55
давления холодного дневного света фирм Philips TL-D 36W/54-765 и Osram
L36W/765 составляет 0,14 кВт в час.
Также
для
культивирования
данной
микроводоросли
необходимы
определенные температурные условия и перемешивание суспензии.
В качестве обогревательного тена был использован нагреватель AQUAEL
COMFORT ZONE GOLD 50Вт для аквариума до 10 л.
Таким образом, на обогрев 5 л суспензии спирулины в ФБР расход
электроэнергии составляет 0,025 кВт в час. Для перемешивания суспензии в
аквариуме была установлена Aquael / Акваель Помпа FAN Micro plus (3-30 л)
мощностью 0,004 кВт. Затраты электроэнергии в час составили 0,004 кВт.
В разрабатываемом нами фотобиореакторе была использована светодиодная
лента 5 м марки Epistar IP68 с перенастраиваемыми длинами волн. Данная лента
выступает не только в качестве осветителя установки, но и в качестве
обогревателя, так как способна поддерживать необходимую температуру
суспензии в 32 градуса по шкале Цельсия. Потребление электроэнергии на
освещение и обогрев суспензии при такой конструкции составляет 0,06 кВт/час.
Для перемешивания суспензии в аквариуме была использована такая же
помпа фильтр FAN Micro plus (3-30л) мощностью 0,004кВт.
Составили таблицу сравнения (таблица 3.8) по затратам электроэнергии в
ФБР с ртутными люминесцентными лампами низкого давления ( литературные
данные) и в ФБР со светодиодной лентой ( результаты эксперимента)
Таблица 3.8 – Сопоставление затрат по электроэнергии в двух ФБР
Затраты
электроэнергии на:
1. Освещение
2. Обогрев
3. Перемешивание
(очистка и аэрация)
ИТОГО:
ФБР со светодиодной
лентой (эксперимент)
0,06 кВт/час
‒
ФБР с люминесцентными
лампами (лит. данные)
0,14 кВт/час
0,025 кВт/час
0,004 кВт/час
0,064 кВт/час
0,004 кВт/час
0,394 кВт/час
56
Из приведенной выше таблице сравнения видно, что затраты по
электроэнергии на ФБР с люминесцентными лампами в 6 раз больше, чем на ФБР
со светодиодной лентой.
Таким образом, использование в разрабатываемом фотобиореакторе
светодиодной ленты Epistar IP68 с перенастраиваемыми длинами волн ведет к
значительному понижению затрат на электроэнергию, что приводит к понижению
общей себестоимости культивируемой в таком реакторе спирулины.
3.6 3D-модель разработанного энергосберегающего фотобиореактора
В программе 3Ds Max 2010 была разработана простейшая модель
устройства энергосберегающего фотобиореактора (рисунок 3.10).
Рисунок 3.10 – 3D-модель разработанного энергосберегающего
фотобиореактора
Вывод:
учитывая
общепринятую
конструкцию
фотобиореактора
Жаворонкова и полученные в ходе эксперимента результаты, разработали 3Dмодель энергосберегающего фотобиореактора.
57
Вывод по главе 3
Провели изучение темпов роста Spirulina (Arthrospira) platensis под
воздействием излучения разной длины волны. Установили оптическую плотность
суспензии спирулины. Был подобран оптимальный режим освещения для
культивирования
спектральный
спирулины
состав
в
излучения
фотобиореакторе.
светодиодов.
Установили
Далее
точный
изучили
влияние
спектрального состава излучения на выведение чистой культуры цианобактерии
Spirulina (Arthrospira) platensis в фитоинкубаторе. Было установлено, что при
выделении
чистой
источников,
культуры
содержащих
цианобактерии
посторонние
спирулины
из
микроводоросли,
природных
лишенные
фикобилипротеидов, целесообразно использовать освещение с длинами волн 579
и
660
нм.
Это
обеспечивает
возможность
получения
чистых
культур
цианобактерий с меньшим количеством пересевов на новые питательные среды,
если отбирать клетки на ранних стадиях культивирования.
Затем, в выращенной в условиях энергосберегающего фотобиореактора
спирулине количественно определяли белок в сухой биомассе цианобактерии
Spirulina (Arthrospira) platensis. В ходе проведения эксперимента было выяснено,
что исследуемая биомасса спирулины имеет 52 % белка в пересчете на абсолютно
сухое вещество, однако по литературным данным достигает 70 % сырого
протеина. Такая разница между полученным результатом и справочными
данными может заключаться в исследовании разных штаммов Arhrospira
Platensis [25].
Произведено
сопоставление
теоретических
данных
с
результатами
эксперимента по ФБР. Установлено, что использование в разрабатываемом
фотобиореакторе светодиодной ленты Epistar IP68 с перенастраиваемыми
длинами волн ведет к значительному понижению затрат на электроэнергию, что
приводит к понижению общей себестоимости культивируемой в таком реакторе
спирулины.
Смоделирована простейшая 3D-модель разработанного энергосберегающего
фотобиореактора в программе 3Ds Max 2010.
58
ВЫВОДЫ
1. Теоретически обоснована и практически доказана целесообразность
разработки подходов к созданию энергосберегающего фотобиореактора для
выращивания микроводоросли Spirulina (Arthrospira) platensis.
2. Доказана
освещения
эффективность
для
использования
выращивания
изучаемой
в
водоросли
качестве
источников
новых
сверхярких
светодиодов по сравнению с энергосберегающими люминесцентными лампами
низкого давления.
3. Изучены темпы роста заданного штамма Spirulina platensis под
воздействием излучения разной длины волны до максимально быстрого
достижения культурой фазы замедления роста.
4. Установлено, что при выделении чистой культуры цианобактерии
спирулины из природных источников, содержащих посторонние микроводоросли,
лишенные
фикобилипротеидов,
целесообразно
использовать
освещение
с
выращенной
в
длинами волн 579 и 660 нм.
5. Проведен
разрабатываем
анализ
сухой
энергосберегающего
биомассы
спирулины,
фотобиореактора.
В
ходе
анализа
установлено, что спектральный состав излучения влияет на общее количество
белка в культивируемой спирулине.
6. Смоделирован лабораторный образец данной установки.
59
СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ
1. Анисимова, О.В., Гололобова, М.А. Краткий определитель родов
водорослей Московской области: учебное пособие / ред. Гаврилов В.М. – М:
Конурс,
2006. – 159 с.
2. Арьянова, Э.Д., Иванова, С.С., Карпова, О.С., Трофимчук, О.А.,
Шевченко, И.Г., Алексеев, М.А., Коршунов, К.О. Культиватор для выращивания
микроводорослей в искусственных условиях // Архитекторы будущего: сборник
научных
трудов
Всероссийской
научной
школы
по
инженерному
изобретательству, проектированию и разработке инноваций, Томск, 28-30 Ноября
2014. – Томск: ТПУ, 2014 – C. 18-23.
3. Бирюков, В.С. Основы промышленной биотехнологии: учебник /
В.С. Бирюков – 2-е изд. – М.: КолосС, 2004. – 296 с.
4. Бычков, В.П. Исследование одноклеточных водорослей как возможного
источника питания / Ю.И. Кондратьев, А.С. Ушаков // Управляемый биосинтез и
биофизика популяций. М., 2005. – С. 114-115.
5. Доманский, В.П., Козел, Н. В. // Весцi НАН Беларусі. Сер. бiял. навук. –
2013. –№ 3. – С. 56-59.
6. Доманский, В.П., Козел, Н.В. Использование светодиодных источников
фотосинтетически активного сета для выращивания Spirulina Platensis // Статья из
коллекции
электронной
библиотеки
Белорусского
государственного
университета. [Электронный ресурс]: http://elib.bsu.by/bitstream/123456789/32156/
1/Domanskii.pdf. – Дата обращения – 2.05.18.
7. Егоров, Н.С. Биотехнология. Проблемы и перспективы. – М.: Высшая
школа. – 1987. – 354 с.
8. Калашникова, Е.А. Практикум по сельскохозяйственной биотехнологии:
учебное пособие / Кочиева Е.З., Миронова О.Ю. – М.:КолосС, 2006. – 149 с.
9. Лисовский,
Г.М. Управляемое культивирование микроводорослей:
учебник / Г. М. Лисовский. – 1-е изд. – М.: Наука, 1964. – 153 с.
60
10. Мананкина,
Е.Г.
Использование
микроводорослей
в
кормлении
сельскохозяйственных животных / Е.Г Мананкина, С.Ю. Мельников // Научнопрактический журнал «Наука и инновации». – 2010. – № 12. – С. 19-25.
11. Маркун, Т.А. Светочувствительные пигменты клетки // Cтатья с
библиотеки сайта «Островок здоровья». [Электронный ресурс]: http://bonoesse.ru/blizzard/A/Cella/pigment_ cella.html. – Дата обращения – 1.05.18.
12. Олгальперин, В.М. Фотобиореакторы: учебник / В.М. Ольгальперин,
С.М. Игнатьев, В.И. Моргунов; ред. В.М. Ольгальперин. – М.: Омега-Л; СанктПетербург: Наука, 2010. – В 2-х томах. Т. 2: Сборник задач: учебное пособие. –
2010. – 171 с.
13. Петров, К.П. Количественное определение общего азота / К.П. Петров //
Методы биохимии растительных продуктов. – Киев, Высш. школа, 1978. –
47-53 с.
14. Пиневич, B.B., Верзилин, Н.Н. Массовая культура одноклеточных
водорослей как возможный перспективный источник кормового и пищевого белка
и витаминов // Тез. докл. II межвуз. науч.-отчет. конф. «Университеты сельск. хву». Л.: 2002. С. 261.
15. Пиневич, Г.Д., Верзилин, Н.Н., Михайлов, А.А. Изучение Spirulina
platensis – нового объекта высокоинтенсивного культивирования // Физиология
растений. 1970. Т.17. Вып. 5. – С. 1037-1046.
16. Порядок работы на спектрофотометре СФ-46 [Электронный ресурс]
электронный учебно-методический комплекс по аналитической химии и физикохимическим методам анализа.
17. Проценко, Д.Ф., Сиренко, Л.А., Богданова, Т.Л., Батрак, А.П.
Пигментные системы культурных форм синезеленых водорослей // Бот. журн.
2004.
Т.
51.
–
С. 820-827.
18. Ростовцев, Н.М., Преснецов, В.Н. Лабораторный практикум по физике //
Раздел: Оптика и физика твердого тела. Орел: Изд-во ОГПИ, 1994 г. – С. 11-19.
61
19. Складнев, Д.А. Интернет-журнал «Коммерческая биотехнология».
[Электронный ресурс]. Режим доступа: http://cbio.ru/page/43/id/3433/, свободный.
– Дата обращения: 30.11.17.
20. Avigad Vonshak. Spirulina Platensis (Arthrospira) Physiology, cell-biology
and biotechnology. Ben-Gurion University of the Negev, Israe, 2009. – Р. 9-16.
21. Gupta, S, & Abu-ghannam, N. (2011). Recent developments in the application
of seaweeds or seaweed extracts as a means for enhancing the safety and quality
attributes of foods. Innovative Food Science and Emerging Technologies, 12. –
Р. 600-609.
22. Heck, KL , Hays CG and Orth RJ. A critical evellution of the nursey role
hypothesis for seagrass meadows. Mar Ecol Prog Ser 253: Р. 123-136.
23. Ishimi Y1, Sugiyama F, Ezaki J, Fujioka M, Wu J, 2006. Effects of spirulina,
a blue-green alga, on bone metabolism in ovariectomized rats and hindlimb-unloaded
mice. Biosci. Biotechnol. Biochem, 70: Р. 363-368.
24. Mendes, R.L., B.P. Nobre, M.T. Cardoso, A.P. Pereira and A.F. Palavra,
2003. Supercritical carbon dioxide extraction of compounds with pharmaceutical
importance from microalgae. Inorganica Chimica Acta, 356: Р. 328-334.
25. Niklas, K.J., Enquist, B. J. (2001). Invariant scaling relationships for
interspecific plant biomass production rates and body size. Proceedings of the National
Academy of Science USA, 98. – Р. 2922-2927.
26. Roller, S. and Dea, I.C.M., 1992, Crit. Rev. Biotechnol. 12: Р. 261.
62
Приложение 1
63
1/--страниц
Пожаловаться на содержимое документа